Paldies, ka apmeklējāt vietni nature.com. Jūsu izmantotajai pārlūkprogrammas versijai ir ierobežots CSS atbalsts. Lai nodrošinātu vislabāko pieredzi, iesakām izmantot jaunāko pārlūkprogrammas versiju (vai izslēgt saderības režīmu pārlūkprogrammā Internet Explorer). Turklāt, lai nodrošinātu nepārtrauktu atbalstu, šajā vietnē netiks iekļauti stili vai JavaScript.
Sērūdeņradim (H2S) ir daudzkārtēja fizioloģiska un patoloģiska ietekme uz cilvēka ķermeni. Nātrija hidrosulfīds (NaHS) tiek plaši izmantots kā farmakoloģisks instruments, lai novērtētu H2S ietekmi bioloģiskajos eksperimentos. Lai gan H2S zudums no NaHS šķīdumiem aizņem tikai dažas minūtes, dažos dzīvnieku pētījumos NaHS šķīdumi ir izmantoti kā H2S donoru savienojumi dzeramajā ūdenī. Šajā pētījumā tika pētīts, vai dzeramais ūdens ar NaHS koncentrāciju 30 μM, kas pagatavots žurku/peļu pudelēs, var saglabāt stabilitāti vismaz 12–24 stundas, kā iesaka daži autori. Sagatavojiet NaHS šķīdumu (30 μM) dzeramajā ūdenī un nekavējoties ielejiet to žurku/peļu ūdens pudelēs. Paraugi tika savākti no ūdens pudeles gala un iekšpuses 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 un 24 stundās, lai izmērītu sulfīda saturu, izmantojot metilēnzilā metodi. Turklāt žurku tēviņiem un mātītēm divas nedēļas tika injicēts NaHS (30 μM), un seruma sulfīda koncentrācija tika mērīta katru otro dienu pirmās nedēļas laikā un otrās nedēļas beigās. NaHS šķīdums paraugā, kas iegūts no ūdens pudeles gala, bija nestabils; tas samazinājās attiecīgi par 72% un 75% pēc 12 un 24 stundām. Paraugos, kas iegūti no ūdens pudeļu iekšpuses, NaHS samazinājums nebija nozīmīgs 2 stundu laikā; tomēr tas samazinājās attiecīgi par 47% un 72% pēc 12 un 24 stundām. NaHS injekcija neietekmēja žurku tēviņu un mātīšu seruma sulfīda līmeni. Noslēgumā jāsaka, ka NaHS šķīdumus, kas pagatavoti no dzeramā ūdens, nedrīkst izmantot H2S donoriem, jo ​​šķīdums ir nestabils. Šis ievadīšanas veids pakļaus dzīvniekus neregulāram un mazākam nekā paredzēts NaHS daudzumam.
Sērūdeņradis (H2S) tiek izmantots kā toksīns kopš 1700. gada; tomēr tā iespējamo lomu kā endogēnai biosignalizācijas molekulai 1996. gadā aprakstīja Abe un Kimura. Pēdējo trīs desmitgažu laikā ir noskaidrotas daudzas H2S funkcijas dažādās cilvēka sistēmās, kas novedusi pie atziņas, ka H2S donoru molekulām var būt klīnisks pielietojums noteiktu slimību ārstēšanā vai pārvaldībā; skatīt jaunāko pārskatu Čirino et al. darbā.
Nātrija hidrosulfīds (NaHS) ir plaši izmantots kā farmakoloģisks instruments, lai novērtētu H2S ietekmi daudzos šūnu kultūru un dzīvnieku pētījumos5,6,7,8. Tomēr NaHS nav ideāls H2S donors, jo šķīdumā tas ātri pārvēršas par H2S/HS-, viegli piesārņojas ar polisulfīdiem un viegli oksidējas un iztvaiko4,9. Daudzos bioloģiskajos eksperimentos NaHS tiek izšķīdināts ūdenī, kā rezultātā notiek pasīva iztvaikošana un H2S10,11,12 zudums, H2S11 spontāna oksidēšanās11,12,13 un fotolīze14. Sulfīds sākotnējā šķīdumā ļoti ātri zūd H2S11 iztvaikošanas dēļ. Atvērtā traukā H2S pussabrukšanas periods (t1/2) ir aptuveni 5 minūtes, un tā koncentrācija samazinās par aptuveni 13% minūtē10. Lai gan sērūdeņraža zudums no NaHS šķīdumiem aizņem tikai dažas minūtes, dažos pētījumos ar dzīvniekiem NaHS šķīdumi ir izmantoti kā sērūdeņraža avots dzeramajā ūdenī 1–21 nedēļu, aizstājot NaHS saturošo šķīdumu ik pēc 12–24 stundām.15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 Šī prakse neatbilst zinātniskās pētniecības principiem, jo ​​zāļu devas jānosaka, pamatojoties uz to lietošanu citām sugām, īpaši cilvēkiem.27
Preklīniskie pētījumi biomedicīnā ir vērsti uz pacientu aprūpes kvalitātes vai ārstēšanas rezultātu uzlabošanu. Tomēr lielākā daļa pētījumu ar dzīvniekiem vēl nav attiecināti uz cilvēkiem28,29,30. Viens no šīs translācijas neveiksmes iemesliem ir uzmanības trūkums pētījumu ar dzīvniekiem metodoloģiskajai kvalitātei30. Tāpēc šī pētījuma mērķis bija izpētīt, vai 30 μM NaHS šķīdumi, kas pagatavoti žurku/peļu ūdens pudelēs, var saglabāt stabilitāti dzeramajā ūdenī 12–24 stundas, kā apgalvots vai ieteikts dažos pētījumos.
Visi šajā pētījumā iesaistītie eksperimenti tika veikti saskaņā ar publicētajām vadlīnijām par laboratorijas dzīvnieku aprūpi un izmantošanu Irānā31. Visi šajā pētījumā iesaistītie eksperimentālie ziņojumi atbilda arī ARRIVE vadlīnijām32. Šahida Behešti Medicīnas zinātņu universitātes Endokrīno zinātņu institūta ētikas komiteja apstiprināja visas šajā pētījumā iesaistītās eksperimentālās procedūras.
Cinka acetāta dihidrāts (CAS: 5970-45-6) un bezūdens dzelzs hlorīds (CAS: 7705-08-0) tika iegādāti no Biochem, Chemopahrama (Kosna pie Luāras, Francija). Nātrija hidrosulfīda hidrāts (CAS: 207683-19-0) un N,N-dimetil-p-fenilēndiamīns (DMPD) (CAS: 535-47-0) tika iegādāti no Sigma-Aldrich (Sentluisa, Misūri, ASV). Izoflurāns tika iegādāts no Piramal (Betlēme, Pensilvānija, ASV). Sālsskābe (HCl) tika iegādāta no Merck (Darmštate, Vācija).
Sagatavojiet NaHS šķīdumu (30 μM) dzeramajā ūdenī un nekavējoties ielejiet to žurku/peļu ūdens pudelēs. Šī koncentrācija tika izvēlēta, pamatojoties uz daudzām publikācijām, kurās NaHS tiek izmantots kā H2S avots; skatīt sadaļu "Diskusija". NaHS ir hidratēta molekula, kas var saturēt dažādu daudzumu hidratācijas ūdens (t. i., NaHS•xH2O); saskaņā ar ražotāja datiem, mūsu pētījumā izmantotā NaHS procentuālā daļa bija 70,7 % (t. i., NaHS•1,3 H2O), un mēs ņēmām šo vērtību vērā savos aprēķinos, kur izmantojām molekulmasu 56,06 g/mol, kas ir bezūdens NaHS molekulmasa. Hidratācijas ūdens (saukts arī par kristalizācijas ūdeni) ir ūdens molekulas, kas veido kristālisko struktūru33. Hidrātiem ir atšķirīgas fizikālās un termodinamiskās īpašības salīdzinājumā ar anhidrātiem34.
Pirms NaHS pievienošanas dzeramajam ūdenim izmēriet šķīdinātāja pH un temperatūru. Nekavējoties ielejiet NaHS šķīdumu žurku/peles ūdens pudelē dzīvnieku būrī. Paraugi tika savākti no ūdens pudeles gala un iekšpuses pēc 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 un 24 stundām, lai izmērītu sulfīdu saturu. Sulfīdu mērījumi tika veikti tūlīt pēc katras parauga ņemšanas. Mēs ieguvām paraugus no mēģenes gala, jo daži pētījumi ir parādījuši, ka ūdens mēģenes mazais poru izmērs var samazināt H2S iztvaikošanu15,19. Šķiet, ka šī problēma attiecas arī uz šķīdumu pudelē. Tomēr tas neattiecās uz šķīdumu ūdens pudeles kakliņā, kam bija lielāks iztvaikošanas ātrums un kas autooksidējās; patiesībā dzīvnieki šo ūdeni izdzēra vispirms.
Pētījumā tika izmantotas Wistar žurku tēviņi un mātītes. Žurkas tika turētas polipropilēna būros (2–3 žurkas katrā būrī) standarta apstākļos (temperatūra 21–26 °C, mitrums 32–40%) ar 12 stundām gaismas (no plkst. 7.00 līdz 19.00) un 12 stundām tumsas (no plkst. 19.00 līdz 7.00). Žurkām bija brīva pieeja krāna ūdenim, un tās tika barotas ar standarta barību (Khorak Dam Pars Company, Teherāna, Irāna). Vecumā saskaņotas (6 mēneši) Wistar žurku mātītes (n=10, ķermeņa masa: 190–230 g) un tēviņi (n=10, ķermeņa masa: 320–370 g) tika nejauši sadalīti kontroles un NaHS (30 μM) apstrādes grupās (n=5 katrā grupā). Lai noteiktu izlases lielumu, mēs izmantojām KISS (Keep It Simple, Stupid) pieeju, kas apvieno iepriekšējo pieredzi un jaudas analīzi35. Vispirms veicām pilotpētījumu ar 3 žurkām un noteicām vidējo seruma kopējā sulfīda līmeni un standartnovirzi (8,1 ± 0,81 μM). Pēc tam, ņemot vērā 80% jaudu un pieņemot divpusēju 5% nozīmīguma līmeni, noteicām provizorisku izlases lielumu (n = 5, pamatojoties uz iepriekšējo literatūru), kas atbilda standartizētam efekta lielumam 2,02 ar Festinga ieteikto iepriekš definēto vērtību eksperimentālo dzīvnieku izlases lieluma aprēķināšanai35. Pēc šīs vērtības reizināšanas ar standartnovirzi (2,02 × 0,81) paredzētais nosakāmais efekta lielums (1,6 μM) bija 20%, kas ir pieņemami. Tas nozīmē, ka n = 5/grupa ir pietiekams, lai noteiktu 20% vidējās izmaiņas starp grupām. Žurkas tika nejauši sadalītas kontroles un NaSH apstrādātajās grupās, izmantojot Excel programmatūras nejaušības funkciju36 (1. papildattēls). Maskēšana tika veikta iznākuma līmenī, un pētnieki, kas veica bioķīmiskos mērījumus, nebija informēti par grupu sadalījumu.
Abu dzimumu NaHS grupas 2 nedēļas tika apstrādātas ar 30 μM NaHS šķīdumu, kas pagatavots dzeramajā ūdenī; svaigs šķīdums tika piegādāts ik pēc 24 stundām, kuru laikā tika mērīts ķermeņa svars. Pirmās un otrās nedēļas beigās katru otro dienu no visu žurku astes galiem izoflurāna anestēzijas laikā tika ņemti asins paraugi. Asins paraugi tika centrifugēti ar 3000 g 10 minūtes, serums tika atdalīts un uzglabāts –80°C temperatūrā, lai veiktu turpmākus seruma urīnvielas, kreatinīna (Cr) un kopējā sulfīda mērījumus. Seruma urīnviela tika noteikta ar fermentatīvo ureāzes metodi, un seruma kreatinīns tika noteikts ar fotometrisko Jaffe metodi, izmantojot komerciāli pieejamus komplektus (Man Company, Teherāna, Irāna) un automātisko analizatoru (Selectra E, sērijas numurs 0-2124, Nīderlande). Urīnvielas un Cr iekšmetodes un starpmetožu variācijas koeficienti bija mazāki par 2,5%.
Metilēnzilā (MB) metode tiek izmantota, lai mērītu kopējo sulfīdu daudzumu dzeramajā ūdenī un serumā, kas satur NaHS; MB ir visbiežāk izmantotā metode sulfīdu mērīšanai beztaras šķīdumos un bioloģiskajos paraugos11,37. MB metodi var izmantot, lai novērtētu kopējo sulfīdu daudzumu38 un mērītu neorganiskos sulfīdus H2S, HS- un S2 veidā ūdens fāzē39. Šajā metodē sērs tiek nogulsnēts kā cinka sulfīds (ZnS) cinka acetāta klātbūtnē11,38. Cinka acetāta nogulsnēšana ir visplašāk izmantotā metode sulfīdu atdalīšanai no citiem hromoforiem11. ZnS tika atkārtoti izšķīdināts, izmantojot HCl11 stipri skābos apstākļos. Sulfīds reaģē ar DMPD stehiometriskā attiecībā 1:2 reakcijā, ko katalizē dzelzs hlorīds (Fe3+ darbojas kā oksidētājs), veidojot krāsvielu MB, ko spektrofotometriski nosaka pie 670 nm40,41. MB metodes noteikšanas robeža ir aptuveni 1 μM11.
Šajā pētījumā mēģenē pievienoja 100 μL katra parauga (šķīduma vai seruma); pēc tam pievienoja 200 μL cinka acetāta (1% w/v destilētā ūdenī), 100 μL DMPD (20 mM 7,2 M HCl) un 133 μL FeCl3 (30 mM 1,2 M HCl). Maisījumu inkubēja 37°C temperatūrā tumsā 30 minūtes. Šķīdumu centrifugēja ar 10 000 g 10 minūtes, un supernatanta absorbciju nolasīja pie 670 nm, izmantojot mikroplašu lasītāju (BioTek, MQX2000R2, Winooski, VT, ASV). Sulfīdu koncentrācijas noteica, izmantojot NaHS kalibrēšanas līkni (0–100 μM) ddH2O (2. papildattēls). Visi mērījumos izmantotie šķīdumi bija svaigi pagatavoti. Sulfīdu mērījumu iekšmetožu un starpmetožu variācijas koeficienti bija attiecīgi 2,8% un 3,4%. Mēs arī noteicām kopējo sulfīdu daudzumu, kas atgūts no nātrija tiosulfātu saturoša dzeramā ūdens un seruma paraugiem, izmantojot bagātināto paraugu metodi42. Nātrija tiosulfātu saturošu dzeramā ūdens un seruma paraugu atgūšana bija attiecīgi 91 ± 1,1% (n = 6) un 93 ± 2,4% (n = 6).
Statistiskā analīze tika veikta, izmantojot GraphPad Prism programmatūras 8.0.2 versiju operētājsistēmai Windows (GraphPad Software, San Diego, CA, ASV, www.graphpad.com). Dzeramā ūdens temperatūras un pH salīdzināšanai pirms un pēc NaHS pievienošanas tika izmantots pāru t-tests. H2S zudums NaHS saturošā šķīdumā tika aprēķināts kā procentuāls samazinājums no sākotnējā uzņemšanas līmeņa, un, lai novērtētu, vai zudums ir statistiski nozīmīgs, mēs veicām vienvirziena atkārtotu mērījumu dispersiju, kam sekoja Daneta daudzkārtējais salīdzināšanas tests. Ķermeņa masa, seruma urīnviela, seruma kreatinīns un kopējais seruma sulfīdu līmenis laika gaitā tika salīdzināts starp kontroles un ar NaHS apstrādātām dažāda dzimuma žurkām, izmantojot divvirziena jauktu (starp-iekš) dispersiju, kam sekoja Bonferroni post hoc tests. Divpusējās P vērtības < 0,05 tika uzskatītas par statistiski nozīmīgām.
Dzeramā ūdens pH bija 7,60 ± 0,01 pirms NaHS pievienošanas un 7,71 ± 0,03 pēc NaHS pievienošanas (n = 13, p = 0,0029). Dzeramā ūdens temperatūra bija 26,5 ± 0,2 un pēc NaHS pievienošanas samazinājās līdz 26,2 ± 0,2 (n = 13, p = 0,0128). Pagatavojiet 30 μM NaHS šķīdumu dzeramajā ūdenī un uzglabājiet to ūdens pudelē. NaHS šķīdums ir nestabils, un tā koncentrācija laika gaitā samazinās. Ņemot paraugu no ūdens pudeles kakliņa, pirmās stundas laikā tika novērots ievērojams samazinājums (68,0%), un NaHS saturs šķīdumā samazinājās attiecīgi par 72% un 75% pēc 12 un 24 stundām. Paraugos, kas iegūti no ūdens pudelēm, NaHS samazinājums nebija būtisks līdz 2 stundām, bet pēc 12 un 24 stundām tas bija samazinājies attiecīgi par 47% un 72%. Šie dati liecina, ka NaHS procentuālais daudzums 30 μM šķīdumā, kas pagatavots dzeramajā ūdenī, pēc 24 stundām bija samazinājies līdz aptuveni vienai ceturtdaļai no sākotnējās vērtības neatkarīgi no paraugu ņemšanas vietas (1. attēls).
NaHS šķīduma (30 μM) stabilitāte dzeramajā ūdenī žurku/peļu pudelēs. Pēc šķīduma pagatavošanas paraugi tika ņemti no ūdens pudeles gala un iekšpuses. Dati ir norādīti kā vidējais ± SD (n = 6/grupa). * un #, P < 0,05, salīdzinot ar laiku 0. Ūdens pudeles fotogrāfijā redzams gals (ar atveri) un pudeles korpuss. Gala tilpums ir aptuveni 740 μL.
NaHS koncentrācija svaigi pagatavotā 30 μM šķīdumā bija 30,3 ± 0,4 μM (diapazons: 28,7–31,9 μM, n = 12). Tomēr pēc 24 stundām NaHS koncentrācija samazinājās līdz zemākai vērtībai (vidēji: 3,0 ± 0,6 μM). Kā parādīts 2. attēlā, NaHS koncentrācijas, kurām žurkas tika pakļautas, pētījuma laikā nebija nemainīgas.
Žurku mātīšu ķermeņa masa laika gaitā ievērojami palielinājās (no 205,2 ± 5,2 g līdz 213,8 ​​± 7,0 g kontroles grupā un no 204,0 ± 8,6 g līdz 211,8 ± 7,5 g NaHS apstrādātajā grupā); tomēr NaHS apstrādei nebija ietekmes uz ķermeņa masu (3. att.). Žurku tēviņu ķermeņa masa laika gaitā ievērojami palielinājās (no 338,6 ± 8,3 g līdz 352,4 ± 6,0 g kontroles grupā un no 352,4 ± 5,9 g līdz 363,2 ± 4,3 g NaHS apstrādātajā grupā); tomēr NaHS apstrādei nebija ietekmes uz ķermeņa masu (3. att.).
Ķermeņa masas izmaiņas žurku mātītēm un tēviņiem pēc NaHS (30 μM) ievadīšanas. Dati ir norādīti kā vidējais ± SEM un tika salīdzināti, izmantojot divvirzienu jaukto (starp) dispersijas analīzi ar Bonferroni post hoc testu. n = 5 no katra dzimuma katrā grupā.
Kontroles grupas un ar NaSH ārstētajām žurkām seruma urīnvielas un kreatīna fosfāta koncentrācijas visa pētījuma laikā bija salīdzināmas. Turklāt NaSH terapija neietekmēja seruma urīnvielas un kreatinīna hroma koncentrāciju (1. tabula).
Sākotnējā seruma kopējā sulfīdu koncentrācija bija salīdzināma starp kontroles un ar NaHS ārstētām žurku tēviņiem (8,1 ± 0,5 μM pret 9,3 ± 0,2 μM) un mātītēm (9,1 ± 1,0 μM pret 6,1 ± 1,1 μM). NaHS ievadīšana 14 dienas neietekmēja seruma kopējo sulfīdu līmeni ne žurku tēviņiem, ne mātītēm (4. att.).
Seruma kopējā sulfīda koncentrācijas izmaiņas žurku tēviņiem un mātītēm pēc NaHS (30 μM) ievadīšanas. Dati ir norādīti kā vidējais ± SEM un tika salīdzināti, izmantojot divvirzienu jaukto (iekšēji-iekšēji) dispersijas analīzi ar Bonferroni post hoc testu. Katrs dzimums, n = 5/grupa.
Šī pētījuma galvenais secinājums ir tāds, ka dzeramais ūdens, kas satur NaHS, ir nestabils: tikai aptuveni ceturto daļu no sākotnējā kopējā sulfīdu satura var noteikt 24 stundas pēc parauga ņemšanas no žurku/peļu ūdens pudeļu gala un iekšpuses. Turklāt žurkas tika pakļautas nestabilām NaHS koncentrācijām H2S zuduma dēļ NaHS šķīdumā, un NaHS pievienošana dzeramajam ūdenim neietekmēja ķermeņa svaru, seruma urīnvielas un kreatīna hroma līmeni vai kopējo seruma sulfīdu līmeni.
Šajā pētījumā H2S zuduma ātrums no 30 μM NaHS šķīdumiem, kas pagatavoti dzeramajā ūdenī, bija aptuveni 3% stundā. Buferētā šķīdumā (100 μM nātrija sulfīda 10 mM PBS, pH 7,4) tika ziņots, ka sulfīda koncentrācija laika gaitā 8 stundu laikā samazinās par 7%.11 Mēs iepriekš esam aizstāvējuši NaHS intraperitoneālu ievadīšanu, ziņojot, ka sulfīda zuduma ātrums no 54 μM NaHS šķīduma dzeramajā ūdenī bija aptuveni 2,3% stundā (4%/stundā pirmajās 12 stundās un 1,4%/stundā pēdējās 12 stundās pēc pagatavošanas).8 Iepriekšējos pētījumos43 tika konstatēts pastāvīgs H2S zudums no NaHS šķīdumiem, galvenokārt iztvaikošanas un oksidēšanās dēļ. Pat bez burbuļu pievienošanas sulfīds izejas šķīdumā ātri zūd H2S iztvaikošanas dēļ.11 Pētījumi liecina, ka atšķaidīšanas procesā, kas ilgst aptuveni 30–60 sekundes, aptuveni 5–10% H2S zūd iztvaikošanas dēļ. Lai novērstu H2S iztvaikošanu no šķīduma, pētnieki ir veikuši vairākus pasākumus, tostarp maigu šķīduma maisīšanu12, izejas šķīduma pārklāšanu ar plastmasas plēvi6 un šķīduma saskares ar gaisu samazināšanu līdz minimumam, jo ​​H2S iztvaikošanas ātrums ir atkarīgs no gaisa un šķidruma saskarnes.13 H2S spontāna oksidēšanās notiek galvenokārt pārejas metālu jonu, īpaši dzelzs(III) jonu, dēļ, kas ir ūdens piemaisījumi.13 H2S oksidēšanās rezultātā veidojas polisulfīdi (sēra atomi, kas saistīti ar kovalentām saitēm)11. Lai izvairītos no tā oksidēšanās, šķīdumus, kas satur H2S, sagatavo deoksigenētos šķīdinātājos44,45 un pēc tam 20–30 minūtes attīra ar argonu vai slāpekli, lai nodrošinātu deoksigenāciju.11,12,37,44,45,46 Dietilēntriamīnpentaetiķskābe (DTPA) ir metālu helators (10–4 M), kas novērš HS autooksidāciju aerobos šķīdumos. Bez DTPA HS⁻ autooksidācijas ātrums ir aptuveni 50% aptuveni 3 stundu laikā 25°C temperatūrā37,47. Turklāt, tā kā 1e-sulfīda oksidēšanos katalizē ultravioletā gaisma, šķīdums jāuzglabā uz ledus un jāaizsargā no gaismas11.
Kā parādīts 5. attēlā, NaHS, izšķīdinot ūdenī, disociējas par Na+ un HS-6; šo disociāciju nosaka reakcijas pK1, kas ir atkarīgs no temperatūras: pK1 = 3,122 + 1132/T, kur T ir no 5 līdz 30°C un tiek mērīts Kelvina grādos (K), K = °C + 273,1548. HS- ir augsts pK2 (pK2 = 19), tāpēc pie pH < 96,49 S2- neveidojas vai veidojas ļoti mazos daudzumos. Turpretī HS- darbojas kā bāze un pieņem H+ no H2O molekulas, un H2O darbojas kā skābe un tiek pārvērsts par H2S un OH-.
Izšķīdušas H2S gāzes veidošanās NaHS šķīdumā (30 µM). aq, ūdens šķīdums; g, gāze; l, šķidrums. Visos aprēķinos tiek pieņemts, ka ūdens pH = 7,0 un ūdens temperatūra = 20 °C. Izveidots, izmantojot BioRender.com.
Lai gan ir pierādījumi, ka NaHS šķīdumi ir nestabili, vairākos pētījumos ar dzīvniekiem NaHS šķīdumi dzeramajā ūdenī ir izmantoti kā H2S donora savienojums15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26, un intervences ilgums ir no 1 līdz 21 nedēļai (2. tabula). Šo pētījumu laikā NaHS šķīdums tika atjaunināts ik pēc 12 h, 15, 17, 18, 24, 25 h vai 24 h, 19, 20, 21, 22, 23 h. Mūsu rezultāti parādīja, ka žurkas bija pakļautas nestabilām zāļu koncentrācijām H2S zuduma dēļ no NaHS šķīduma, un NaHS saturs žurku dzeramajā ūdenī ievērojami svārstījās 12 vai 24 h laikā (sk. 2. attēlu). Divos no šiem pētījumiem tika ziņots, ka H2S līmenis ūdenī saglabājās stabils 24 stundu laikā22 vai ka 12 stundu laikā tika novēroti tikai 2–3% H2S zudumi15, taču tie nesniedza pamatojošus datus vai mērījumu informāciju. Divi pētījumi ir parādījuši, ka mazs ūdens pudeļu diametrs var samazināt H2S iztvaikošanu15,19. Tomēr mūsu rezultāti parādīja, ka tas var aizkavēt H2S zudumus no ūdens pudeles tikai par 2 stundām, nevis 12–24 stundām. Abos pētījumos norādīts, ka mēs pieņemam, ka NaHS līmenis dzeramajā ūdenī nemainījās, jo mēs nenovērojām krāsas izmaiņas ūdenī; tāpēc H2S oksidēšanās ar gaisu nebija nozīmīga19,20. Pārsteidzoši, ka šī subjektīvā metode novērtē NaHS stabilitāti ūdenī, nevis mēra tā koncentrācijas izmaiņas laika gaitā.
H2S zudums NaHS šķīdumā ir saistīts ar pH un temperatūru. Kā atzīmēts mūsu pētījumā, NaHS izšķīdināšana ūdenī izraisa sārmaina šķīduma veidošanos50. Kad NaHS tiek izšķīdināts ūdenī, izšķīdušās H2S gāzes veidošanās ir atkarīga no pH vērtības6. Jo zemāks ir šķīduma pH, jo lielāka ir NaHS daļa H2S gāzes molekulu veidā un jo vairāk sulfīda tiek zaudēts no ūdens šķīduma11. Nevienā no šiem pētījumiem netika ziņots par dzeramā ūdens pH, ko izmanto kā NaHS šķīdinātāju. Saskaņā ar PVO ieteikumiem, kurus pieņem lielākā daļa valstu, dzeramā ūdens pH jābūt diapazonā no 6,5 līdz 8,551. Šajā pH diapazonā H2S spontānas oksidēšanās ātrums palielinās aptuveni desmit reizes13. NaHS izšķīdināšana ūdenī šajā pH diapazonā radīs izšķīdušās H2S gāzes koncentrāciju no 1 līdz 22,5 μM, kas uzsver ūdens pH uzraudzības nozīmi pirms NaHS izšķīdināšanas. Turklāt iepriekš minētajā pētījumā norādītais temperatūras diapazons (18–26 °C) izraisītu aptuveni 10% izmaiņas šķīdumā izšķīdušās H2S gāzes koncentrācijā, jo temperatūras izmaiņas maina pK1, un nelielas pK1 izmaiņas var būtiski ietekmēt izšķīdušās H2S gāzes koncentrāciju48. Turklāt šo problēmu saasina arī dažu pētījumu ilgais ilgums (5 mēneši)22, kura laikā sagaidāma liela temperatūras mainība.
Visos pētījumos, izņemot vienu21, tika izmantots 30 μM NaHS šķīdums dzeramajā ūdenī. Lai paskaidrotu izmantoto devu (t. i., 30 μM), daži autori norādīja, ka NaHS ūdens fāzē rada tieši tādu pašu H2S gāzes koncentrāciju un ka H2S fizioloģiskais diapazons ir no 10 līdz 100 μM, tāpēc šī deva ir fizioloģiskajā diapazonā15,16. Citi paskaidroja, ka 30 μM NaHS var uzturēt plazmas H2S līmeni fizioloģiskajā diapazonā, t. i., 5–300 μM19,20. Mēs ņemam vērā NaHS koncentrāciju ūdenī 30 μM (pH = 7,0, T = 20 °C), kas tika izmantota dažos pētījumos, lai pētītu H2S ietekmi. Varam aprēķināt, ka izšķīdušās H2S gāzes koncentrācija ir 14,7 μM, kas ir aptuveni 50 % no sākotnējās NaHS koncentrācijas. Šī vērtība ir līdzīga vērtībai, ko aprēķinājuši citi autori tādos pašos apstākļos13,48.
Mūsu pētījumā NaHS ievadīšana nemainīja ķermeņa svaru; šis rezultāts atbilst citu pētījumu rezultātiem ar peļu tēviņiem22,23 un žurku tēviņiem18; tomēr divos pētījumos ziņots, ka NaSH atjaunoja samazināto ķermeņa svaru nefrektomizētām žurkām24,26, savukārt citos pētījumos netika ziņots par NaSH ievadīšanas ietekmi uz ķermeņa svaru15,16,17,19,20,21,25. Turklāt mūsu pētījumā NaSH ievadīšana neietekmēja urīnvielas un kreatīna hroma līmeni serumā, kas atbilst cita ziņojuma rezultātiem25.
Pētījumā atklājās, ka NaHS pievienošana dzeramajam ūdenim 2 nedēļu garumā neietekmēja kopējo seruma sulfīdu koncentrāciju žurku tēviņiem un mātītēm. Šis atklājums atbilst Sen et al. (16) rezultātiem: 8 nedēļu ilga ārstēšana ar 30 μM NaHS dzeramajā ūdenī neietekmēja plazmas sulfīdu līmeni kontroles žurkām; tomēr viņi ziņoja, ka šī iejaukšanās atjaunoja samazināto H2S līmeni nefrektomizētu peļu plazmā. Li et al. (22) arī ziņoja, ka apstrāde ar 30 μM NaHS dzeramajā ūdenī 5 mēnešu garumā palielināja plazmas brīvo sulfīdu līmeni vecām pelēm par aptuveni 26%. Citos pētījumos nav ziņots par izmaiņām cirkulējošajā sulfīdā pēc NaHS pievienošanas dzeramajam ūdenim.
Septiņos pētījumos tika izmantots Sigma NaHS15,16,19,20,21,22,23, taču sīkāka informācija par hidratācijas ūdeni netika sniegta, un piecos pētījumos netika minēts NaHS avots, kas izmantots to sagatavošanas metodēs17,18,24,25,26. NaHS ir hidratēta molekula, un tās hidratācijas ūdens saturs var mainīties, kas ietekmē NaHS daudzumu, kas nepieciešams, lai pagatavotu noteiktas molaritātes šķīdumu. Piemēram, NaHS saturs mūsu pētījumā bija NaHS•1,3 H2O. Tādējādi faktiskā NaHS koncentrācija šajos pētījumos var būt zemāka nekā ziņotā.
“Kā tik īslaicīgs savienojums var radīt tik ilgstošu efektu?” Pozgajs un līdzautori21 uzdeva šo jautājumu, novērtējot NaHS ietekmi uz kolītu pelēm. Viņi cer, ka turpmākie pētījumi spēs atbildēt uz šo jautājumu un spekulēt, ka NaHS šķīdumi papildus H2S un disulfīdiem, kas mediē NaHS iedarbību21, varētu saturēt stabilākus polisulfīdus. Cita iespēja ir tāda, ka ļoti zemām NaHS koncentrācijām šķīdumā var būt arī labvēlīga ietekme. Faktiski Olsons un līdzautori sniedza pierādījumus, ka H2S mikromolārie līmeņi asinīs nav fizioloģiski un tiem vajadzētu būt nanomolāru diapazonā vai vispār neesot13. H2S var darboties, izmantojot olbaltumvielu sulfāciju, kas ir atgriezeniska pēctranslācijas modifikācija, kas ietekmē daudzu olbaltumvielu funkciju, stabilitāti un lokalizāciju52,53,54. Faktiski fizioloģiskos apstākļos aptuveni 10–25% daudzu aknu olbaltumvielu ir sulfilēti53. Abos pētījumos ir atzīta NaHS straujā sabrukšana19,23, taču pārsteidzoši norādīts, ka “mēs kontrolējām NaHS koncentrāciju dzeramajā ūdenī, to katru dienu aizstājot”.23 Vienā pētījumā nejauši tika norādīts, ka “NaHS ir standarta H2S donors un klīniskajā praksē to parasti izmanto, lai aizstātu pašu H2S”.18
Iepriekš minētā diskusija parāda, ka NaHS zūd no šķīduma iztvaikošanas, oksidēšanās un fotolīzes ceļā, un tāpēc tiek sniegti daži ieteikumi, kā samazināt H2S zudumus no šķīduma. Pirmkārt, H2S iztvaikošana ir atkarīga no gāzes-šķidruma saskarnes13 un šķīduma pH11; tāpēc, lai samazinātu iztvaikošanas zudumus, ūdens pudeles kakliņu var izgatavot pēc iespējas mazāku, kā aprakstīts iepriekš15,19, un ūdens pH var noregulēt līdz pieņemamai augšējai robežai (t.i., 6,5–8,551), lai samazinātu iztvaikošanas zudumus11. Otrkārt, H2S spontāna oksidēšanās notiek skābekļa iedarbības un pārejas metālu jonu klātbūtnes dēļ dzeramajā ūdenī13, tāpēc dzeramā ūdens deoksigenēšana ar argonu vai slāpekli44,45 un metālu helatoru37,47 izmantošana var samazināt sulfīdu oksidēšanos. Treškārt, lai novērstu H2S fotosadalīšanos, ūdens pudeles var ietīt alumīnija folijā; šī prakse attiecas arī uz gaismjutīgiem materiāliem, piemēram, streptozotocīnu55. Visbeidzot, neorganiskos sulfīdu sāļus (NaHS, Na2S un CaS) var ievadīt ar mākslīgo barošanu, nevis izšķīdinātus dzeramajā ūdenī, kā ziņots iepriekš56,57,58; pētījumi liecina, ka radioaktīvais nātrija sulfīds, ievadīts žurkām ar mākslīgo barošanu, labi uzsūcas un izplatās praktiski visos audos59. Līdz šim lielākajā daļā pētījumu neorganisko sulfīdu sāļi ir ievadīti intraperitoneāli; tomēr klīniskajos apstākļos šis ievadīšanas veids tiek reti izmantots60. No otras puses, perorālais ievadīšanas veids ir visizplatītākais un vēlamākais ievadīšanas veids cilvēkiem61. Tāpēc mēs iesakām novērtēt H2S donoru ietekmi uz grauzējiem, izmantojot perorālu mākslīgo barošanu.
Ierobežojums ir tāds, ka sulfīdu ūdens šķīdumā un serumā mēs mērījām, izmantojot MB metodi. Sulfīdu mērīšanas metodes ietver joda titrēšanu, spektrofotometriju, elektroķīmisko metodi (potenciometriju, amperometriju, kulonometrisko metodi un amperometrisko metodi) un hromatogrāfiju (gāzu hromatogrāfiju un augstas veiktspējas šķidruma hromatogrāfiju), starp kurām visbiežāk izmantotā metode ir MB spektrofotometriskā metode62. MB metodes ierobežojums H2S mērīšanai bioloģiskajos paraugos ir tas, ka tā mēra visus sēru saturošus savienojumus, nevis brīvo H2S63, jo to veic skābā vidē, kā rezultātā sērs tiek ekstrahēts no bioloģiskā avota64. Tomēr saskaņā ar Amerikas Sabiedrības veselības asociācijas datiem MB ir standarta metode sulfīdu mērīšanai ūdenī65. Tāpēc šis ierobežojums neietekmē mūsu galvenos rezultātus par NaHS saturošu šķīdumu nestabilitāti. Turklāt mūsu pētījumā sulfīdu mērījumu atgūstamība ūdens un seruma paraugos, kas satur NaHS, bija attiecīgi 91% un 93%. Šīs vērtības atbilst iepriekš ziņotajiem diapazoniem (77–92)66, norādot uz pieņemamu analītisko precizitāti42. Jāatzīmē, ka mēs izmantojām gan žurku tēviņus, gan mātītes saskaņā ar Nacionālo veselības institūtu (NIH) vadlīnijām, lai izvairītos no pārmērīgas paļaušanās uz pētījumiem tikai ar dzīvniekiem, kuros iesaistīti tēviņi, preklīniskajos pētījumos67 un lai, kad vien iespējams, iekļautu gan žurku tēviņus, gan mātītes68. Šo punktu ir uzsvēruši arī citi69,70,71.
Noslēgumā jāsaka, ka šī pētījuma rezultāti liecina, ka no dzeramā ūdens pagatavotus NaHS šķīdumus nevar izmantot H2S iegūšanai to nestabilitātes dēļ. Šāda ievadīšanas metode pakļautu dzīvniekus nestabilam un zemākam par paredzēto NaHS līmenim; tāpēc šie atklājumi var nebūt piemērojami cilvēkiem.
Pašreizējā pētījumā izmantotie un/vai analizētie datu kopumi ir pieejami no atbilstošā autora pēc saprātīga pieprasījuma.
Szabo, K. Sērūdeņraža (H2S) pētījumu hronoloģija: no vides toksīna līdz bioloģiskam mediatoram. Biochemistry and Pharmacology 149, 5–19. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2017.09.010 (2018).
Abe, K. un Kimura, H. Iespējamā sērūdeņraža loma kā endogēnam neiromodulatoram. Journal of Neuroscience, 16, 1066–1071. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-03-01066.1996 (1996).
Chirino, G., Szabo, C. un Papapetropoulos, A. Sērūdeņraža fizioloģiskā loma zīdītāju šūnās, audos un orgānos. Reviews in Physiology and Molecular Biology 103, 31–276. https://doi.org/10.1152/physrev.00028.2021 (2023).
Dillon, KM, Carrazzone, RJ, Matson, JB, un Kašfi, K. Šūnu piegādes sistēmu attīstošais potenciāls slāpekļa oksīdam un sērūdeņradim: jauna personalizētās medicīnas ēra. Biochemistry and Pharmacology 176, 113931. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2020.113931 (2020).
Sun, X., et al. Ilgstoša lēnas iedarbības sērūdeņraža donora lietošana var novērst miokarda išēmiju/reperfūzijas bojājumu. Scientific reports 7, 3541. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03941-0 (2017).
Sitdikova, GF, Fuchs, R., Kainz, W., Weiger, TM un Hermann, A. BK kanālu fosforilēšana regulē sērūdeņraža (H2S) jutību. Frontiers in Physiology 5, 431. https://doi.org/10.3389/fphys.2014.00431 (2014).
Sitdikova, GF, Weiger, TM un Hermann, A. Sērūdeņradis pastiprina kalcija aktivētā kālija (BK) kanāla aktivitāti žurku hipofīzes audzēja šūnās. Archit. Pfluegers. 459, 389–397. https://doi.org/10.1007/s00424-009-0737-0 (2010).
Jeddy, S., et al. Sērūdeņradis pastiprina nitrītu aizsargājošo iedarbību pret miokarda išēmijas-reperfūzijas traumu 2. tipa diabēta žurkām. Slāpekļa oksīds 124, 15–23. https://doi.org/10.1016/j.niox.2022.04.004 (2022).
Corvino, A., et al. H2S donoru ķīmijas tendences un to ietekme uz sirds un asinsvadu slimībām. Antioksidanti 10, 429. https://doi.org/10.3390/antiox10030429 (2021).
DeLeon, ER, Stoy, GF, un Olson, KR (2012). Sērūdeņraža pasīvie zudumi bioloģiskajos eksperimentos. Analytical Biochemistry 421, 203–207. https://doi.org/10.1016/j.ab.2011.10.016 (2012).
Nagy, P., et al. Sērūdeņraža mērījumu ķīmiskie aspekti fizioloģiskos paraugos. Biochimica et Biophysical Acta 1840, 876–891. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2013.05.037 (2014).
Kline, LL.D. Sērūdeņraža spektrofotometriskā noteikšana dabiskajos ūdeņos. Limnol. Oceanogr. 14, 454–458. https://doi.org/10.4319/lo.1969.14.3.0454 (1969).
Olsons, KR (2012). Praktiskā apmācība sērūdeņraža ķīmijā un bioloģijā. “Antioksidanti.” Redokssignalizācija. 17, 32–44. https://doi.org/10.1089/ars.2011.4401 (2012).